Промысел свыше
Рубрикатор медицинского контента →
Промысел свыше
Опубликовано 20/02/2023 в категории "Журнал StatusPraesens".

Содержание

Промысел свыше

Автор: Илья Вячеславович Канивец, канд. мед. наук, руководитель отдела генетики медико-генетического центра «Геномед», доц. кафедры медицинской генетики Российской медицинской академии непрерывного профессионального образования (Москва)

Копирайтинг: Сергей Лёгкий

Практически це́лую сотню лет после Грегора Менделя (Gregor Mendel), описавшего наследование «отдельных качеств» (впоследствии связанных с термином «гены»), не было известно, как именно «упакована» эта информация на молекулярном уровне и чем могут быть обусловлены сбои в её передаче. Прорыв случился, когда американский биохимик Джеймс Уотсон (James Watson) и британский биофизик Фрэнсис Крик (Francis Crick) разработали революционную модель двухцепочечной ДНК. Уже в 1970 году исследователи обнаружили ферменты, способные разделить эту длинную молекулу в заранее определённых местах и осуществить вставку нужных фрагментов, а вскоре в медицине появилось новое направление — генная инженерия1.

Сегодня потенциал редактирования генома огромен: этот метод способен в корне изменить врачебную тактику при наследственных заболеваниях. Однако понимание широчайших перспектив нового направления не должно идти вразрез с соображениями по поводу безо­пасности вмешательства и этическими нормами2.

В арсенале генной терапии есть широкий спектр методов, нацеленных на изменение генетической информации в живых клетках3. Хотя уже сейчас можно назвать несколько успешных «проектов» в этой сфере — терапию муковисцидоза, гемофилии, серповидноклеточной анемии, наследственных иммунодефицитов, — пока большинство из них реализованы преимущественно в рамках исследовательских лабораторий3, 4.

Ожидания от инновационных подходов, несомненно, грандиозные — победа не только над генетическими, но и над онкологическими заболеваниями и даже над некоторыми вирусными инфекциями5. Технические сложности генной терапии в большинстве своём известны и преодолимы — осталось лишь совершенствовать методы. Так, этапы создания рекомбинантной (синтезированной с помощью генной инженерии) ДНК уже вполне отработаны. Существует много идей и готовых решений в области доставки нужных генов в клетки-мишени.

Генные стратегии

Больше всего изучена и применяется на практике следующая стратегия — доставка работоспособного гена в клетку, где он берёт на себя необходимую функцию. Учитывая, что при этом не удаляют неисправную копию, такой метод подходит для лечения рецессивных моногенных заболеваний и направлен на компенсацию мутаций, связанных с потерей или недостатком функции. Выработка нормального белка, кодируемого добавленной извне последовательностью нуклеотидов, во многих случаях облегчает состояние больных. Терапевтическое воздействие может быть направлено не только на синтез протеина с правильной структурой, но и на обеспечение его адекватного количества.

Одна из интересных стратегий — добавление искусственно синтезированных генов. В этом случае в организм доставляют не правильную копию локуса для замены существующего дефектного варианта, а совершенно новую последовательность нуклеотидов. Такой участок создают рекомбинантным способом, транспортируют в клетки, и на его основе начинается синтез необходимых веществ. Используя этот метод, можно перенастроить сигнальные пути, например, для предотвращения сердечной недостаточности и рака6, 7 или инициировать производство моноклональных антител, нейротрофических факторов, а также ферментов для лечения неврологических заболеваний, ВИЧ-инфекции, болезней накопления8, 9, 10.

Метод, противоположный доставке недостающего участка ДНК, основан на «выключении» патологического гена — сайленсинге (от англ. silence — «молчание»). С его помощью блокируют локусы, вызывающие, в частности, выработку факторов токсичности. Один из примеров такого состояния — болезнь Хантингтона. Это тяжёлое наследственное нейродегенеративное расстройство, ассоциированное с изменением молекулы белка хантингтина из-за соответствующей мутации11. Если вовремя затормозить продукцию дефектного протеина, возможно остановить прогрессирование заболевания или даже предупредить его развитие. Стоит отметить, что в целом «выключать» различные гены можно несколькими способами: не только тормозя экспрессию на уровне матричных РНК, но и разрушая уже образованные молекулы этого класса12, 13, 14.

Наконец, самый перспективный и тонко работающий метод — редактирование генов (так называемые генетические ножницы). Он стал возможен с появлением инструментов, позволяющих аккуратнее работать с нуклеотидными последовательностями ДНК. С его помощью можно «вырезать» участок гена, причём сделать это с достаточно высокой точностью, а затем заменить его на другой.

Более того, существуют технологии, позволяющие менять в двуспиральной цепочке единственную пару оснований. Это, по сути, то же самое, что вызвать или ликвидировать точечную мутацию в отдельно взятом гене15. Такие тонкие манипуляции с геномом открывают перед клиницистами поистине потрясаю­щие возможности!

Куда целимся?

В отличие от «традиционных» лекарственных препаратов рекомбинантный ген недостаточно просто взять и ввести в организм привычным способом. Кроме того, прежде чем определить подходящий вид переноса, нужно уточнить, какая именно ткань должна стать «мишенью». При многих заболеваниях необходимо доставить материал не во все клетки организма, а лишь в определённую их группу, например в мотонейроны, сетчатку глаз или отдельные участки головного мозга.

В отличие от «традиционных» лекарственных препаратов рекомбинантный ген недостаточно просто взять и ввести в организм привычным способом: нужно определить вид и «мишень» для переноса.

Первые две большие группы, на которые можно подразделить мишени генной терапии, — это объекты in vivo и ex vivo. К in vivo относят ткани, модификацию которых проводят непосредственно в организме пациента. Для этого препарат, содержащий нужный участок ДНК, вводят человеку подходящим образом (интратекально, внутривенно и др.), а затем он уже попадает в клетки-мишени. Одна из проблем такого метода в том, что не всегда удаётся обеспечить избирательную доставку в нужное место.

Алгоритм работы с объектами ex vivo другой: клетки, в которых планируют изменить генетический код, сначала извлекают из организма, затем проводят нужные манипуляции с ними «в пробирке», после чего возвращают пациенту. Для этого подходят преимущественно циркулирующие мишени (например, лимфоциты), а также плюрипотентные стволовые клетки (ПСК).

ПСК — идеальные «мишени» из-за их высокого потенциала долголетия и способности к дифференцировке. Внедрение определённых генов превращает их в индуцированные ПСК, впоследствии видоизменяющиеся до клеток заданного типа. Одно из ожиданий в этом направлении — терапия вирусных гепатитов В и С, для чего в ПСК вводят ген устойчивости к возбудителям, а затем трансплантируют «модифицированных» предшественников в печень, где они со временем восстанавливают структуру органа5.

Есть ещё две группы, на которые условно можно разделить объекты генной терапии.

Путешествие к ядру

Итак, для достижения успешного результата лечения крайне важно, чтобы ген оказался в конкретной ткани или даже в клетках. Это определяет одну из главнейших задач такой терапии — транспортировать требуемый участок ДНК в нужное место для синтеза кодируемой им последовательности аминокислот*. А значит, необходимо создать надёжную и высокоточную систему доставки.

* Сама по себе молекула ДНК заряжена отрицательно и в «голом» виде неспособна пройти через клеточную мембрану, обладающую таким же зарядом. Кроме того, при поступлении в организм ДНК будет разрушена нуклеазами в течение 10 мин16.

Транспортную структуру называют вектором. Он может быть плазмидным, вирусным или сконструированным с помощью нанотехнологий (сюда относят, например, катионные полимеры и липосомы). Интересующую последовательность нуклеотидов «встраивают» в один из перечисленных векторов и с его помощью доставляют в клетки для последующего высвобождения.

Вне зависимости от природы такой носитель должен быть специфичным, то есть тропным к определённым тканям, и рассчитанным на несение и выделение одного или нескольких генов. Не менее важные свойства — неспособность вызывать воспаление, аллергические и токсические реакции, иммунный ответ макроорганизма, а у вирусных транспортёров обязательно отсутствие патогенных свойств. Из дополнительных характеристик следует отметить безопасность для окружающей среды и персонала, а также возможность относительно легко производить вектор в больших количествах промышленными способами.

Любой вектор, несущий ген, должен попасть в ядро клетки. Для того чтобы нуклеиновые кислоты успешно достигли цели, их, как уже было отмечено выше, можно внедрить в состав плазмиды. Это кольцевая внехромосомная молекула ДНК, способная к самостоятельной репликации и экспрессии генов. Она точно так же служит матрицей для синтеза РНК и продукции протеина, как и нуклеотиды в ядерной ДНК.

Плазмиды есть у бактерий и археев, но отсутствуют у человека. Тем не менее искусственно введённые в клетки макроорганизмов генно-инженерные плазмиды сохраняются и работают там некоторое время. Одна из проблем таких конструкций в том, что они не распределяются равномерно между дочерними клетками, как это происходит с хромосомами, — в быстро обновляющихся тканях постепенно снизится пул клеток с нужным геном.

Заподозрить сложное и редкое

Наследственные заболевания представляют собой большую группу нозологических форм, при которых наблюдают поражение как отдельных, так и нескольких систем организма. Именно поэтому их лечение нередко входит в компетенцию совершенно разных специалистов — в зависимости от того, какие органы вовлечены. Первые врачи, которые могут заподозрить наличие наследственного заболевания, — неонатологи и педиатры. За выявлением выраженных отклонений сразу после родов или в ближайшие дни, как правило, следует консультация врача-генетика и соответствующее обследование.

Однако если состояние не ассоциировано с грубыми скелетными аномалиями и пороками развития других систем, его легко пропустить. Вместе с тем своевременная диагностика поможет скорригировать тактику ведения, подключить специализированные лекарственные препараты (при возможности), изменить план наблюдения детей, в том числе добавить специальные мероприятия, профилактирующие осложнения.

Итак, если нет грубых видимых пороков, когда же имеет смысл задуматься о консультации врача-генетика? Внимание должна привлечь ничем не объяснимая задержка физического развития: если ребёнок получает достаточный объём питания, усваивает его, сами продукты соответствуют возрасту, но прибавки роста всё более и более отстают от нормативных показателей. При этом другие причины, в том числе эндокринные, исключены. Следует обращать внимание и на пациентов с задержкой умственного развития или мышечной гипотонией, а также с эпилепсией. Важно отметить, что даже в фебрильных судорогах может быть повинна не столько «незрелость структур головного мозга», сколько наследственная природа нарушений17. Дополнительными подсказками для клинициста служат особенности фенотипа, присутствующие только у ребёнка, но не у родителей (сросшиеся брови, низко расположенные ушные раковины, миндалевидный разрез глаз и др.).

Безусловно, наиболее подходящий метод для верификации генетической природы нарушений выбирает врач-генетик — после беседы с родителями и осмотра ребёнка. Однако педиатру следует понимать, какие способы диагностики актуальны и почему на практике могут быть противоречивые ситуации, когда результаты исследований одной лаборатории подтверждают наличие мутаций, а другой — опровергают.

Как и во всей лабораторной диагностике, итоги во многом зависят от используемых методов. Основные — кариотипирование, хромосомный микроматричный анализ (ХМА) и секвенирование, однако применять их следует, исходя из конкретной клинической ситуации и цели обследования.

При стандартном анализе кариотипа можно выявить анеуплоидии — изменение числа хромосом в клетке (например, трисомии или моносомии), а также их структурные изменения — крупные делеции или дупликации (размером от 8 млн нуклеотидных оснований и более). Однако такая ограниченность разрешающей способности препятствует диагностике нарушений, обусловленных небольшими «по протяжённости» изменениями — речь о нескольких сотнях тысяч пар нуклеотидов18. Именно поэтому для выяснения причины отклонений у ребёнка могут потребоваться другие методы — ХМА и секвенирование, которые в настоящее время получили достаточно широкое распространение

ХМА особенно незаменим, когда у ребёнка со множественными аномалиями развития нет никаких симптомов и признаков известных хромосомных нарушений или моногенных заболеваний. Этот метод позволяет выявить микроделеции и микродупликации — изменения, затрагивающие участки от 1000 пар оснований. С помощью ХМА можно верифицировать более 380 синдромов, при этом результат может быть «на руках» в течение нескольких дней (в среднем до 5 дней).

Секвенирование нового поколения позволяет получать информацию о последовательности нуклеотидов как в отдельных генах, так и во всём геноме. Метод обладает большой пропускной способностью: есть возможность «считывать» информацию одновременно с нескольких участков генома. Для облегчения диагностики в некоторых лабораториях разработали собственные панели, включающие несколько десятков, сотен или даже тысяч генов, ответственных за развитие заболеваний. Так, можно прибегнуть к панелям по верификации нервно-мышечных нарушений, соединительно-тканных, нейродегенеративных и многих других.

Успешными транспортными системами, доставляющими гены, стали носители на основе вирусов. Последние обладают факторами инвазивности от природы — проникают с помощью собственных механизмов в ядро, встраивают свою нуклеотидную последовательность в ДНК макроорганизма и «заставляют» синтезировать вещества, необходимые для собственного воспроизведения. Достаточно большая доля ДНК современного человека (около 8%) представлена реликтами — фрагментами вирусных геномов, интегрированными более 100 млн лет назад19.

Рекомбинантный аденоассоциированный вирусный вектор (РАВВ) — ведущая платформа для доставки нуклеотидной последовательности in vivo. Во время генно-инженерного производства из РАВВ удаляют участки, ответственные за синтез вирусных протеинов, — это снижает иммуногенность с цитотоксичностью. Дополнительно вырезаны и некоторые локусы, кодирующие белки репликации вируса.

Помимо обеспечения инфекционной безопасности для объекта воздействия такие манипуляции увеличивают «грузоподъёмность» векторов — вместо удалённых частей можно подставить нужные терапевтические гены размером до 5 килобаз*. При этом полезная нагрузка не должна ограничиваться последовательностью нуклеотидов, необходимых только для синтеза белка: нужно включать регуляторные элементы — промотор, инициирующий транскрипцию, и сигнал полиаденилирования, увеличивающий время жизни матричной РНК в клетке20, 21, 22.

* Килобаза (кб) — единица измерения, характеризующая длину нуклеиновых кислот (ДНК или РНК), 1 кб равна 1000 нуклеотидов. Для переноса терапевтического гена при лечении муковисцидоза необходимо, чтобы вектор вмещал 4,4 тыс. нуклеотидов, болезни Дюшенна — 11,5 тыс., гемофилии А — 7,1 тыс.31

Существуют ограничения и проблемы также и для этой платформы доставки генов — РАВВ пока довольно сложно производить в промышленном масштабе23. Кроме того, всё же есть риск реализации иммунного ответа. Так, многие дети к 5 годам жизни уже имеют антитела к определённому «природному» аденоассоциированному вирусу (речь идёт о девятом серотипе), а в случае трансплацентарного переноса от матери они есть даже у новорождённых24.

Многие дети к 5 годам жизни уже имеют антитела к определённому «природному» аденоассоциированному вирусу, а в случае трансплацентарного переноса от матери они есть даже у новорождённых.

Есть и другие недостатки — эффективность вмешательства зависит от наличия латентной вирусной инфекции. Кроме того, различные серотипы возбудителя по-разному взаимодействуют с белками сыворотки крови25. Всё перечисленное выше влияет на результативность генной терапии.

В то же время у этой группы вирусов есть важная особенность — естественная тропность26, восьмой и девятый серотипы нацелены на несколько групп мышц по всему телу27, десятый оказался способным преодолевать гематоэнцефалический барьер28.

За несколько последних лет проделана большая исследовательская работа по обновлению существующего спектра РААВ. В арсенал специалистов генной терапии добавлены новые варианты платформ, и идёт поиск других — с улучшенными свойствами в отношении доставки в определённые органы и уклонения от иммунитета29, 30.

Несмотря на запреты

Само по себе редактирование генома человека, затрагивающее половые клетки, запрещено. Однако в ноябре 2018 года мир облетела неоднозначная новость — китайский биофизик Хэ Цзянькуй (He Jiankui) заявил, что провёл коррекцию гена CCR5 у эмбрионов для обеспечения устойчивости к ВИЧ32.

Подобные публикации — о работе на уровне зародышевых линий человека — были и ранее, при этом исследователи всегда останавливали эксперимент на стадии нескольких клеток, выступая против дальнейшего их выращивания до окончательного решения вопросов безопасности33, 34. Однако в этот раз китайский учёный сообщил, что пошёл до конца и имплантировал генно-модифицированные эмбрионы женщине, давшей яйцеклетки. В результате на свет появились девочки-близнецы, получившие псевдонимы Лулу и Нана (истинные имена не известны).

Подтвердить или опровергнуть сам факт вмешательства невозможно — нет более ранних публикаций автора с описанием научной работы и рецензий по этому поводу. Исследователь успел выступить с сообщением о своём достижении на Втором Международном саммите по редактированию генома человека (International summit on human gene editing, 2018), где участники решительно его осудили. Автор не только подвергся критике коллег и СМИ, но и провёл 3 года в тюрьме, а также заплатил штраф около $500 00035, 36, 37. Преследованию подверглись и другие участники эксперимента, при этом судьба девочек неизвестна.

Не аденовирусом единым

Хотя РАВВ сегодня — наиболее изученная и используемая платформа, исходным классом, применённым для переноса генов млекопитающих и человека, ещё в 1989 году стали ретровирусы. Доставка именно с их помощью представляла собой первый опыт генной терапии38. Ещё один вариант, применяемый для этих целей, — векторы на основе лентивирусов.

Отличие этих двух видов платформ от аденоассоциированных в том, что их геном обязательно встраивается в ДНК клеток хозяина. Это нежелательно из-за возможности инсерционного онкогенеза39. Впрочем, последние поколения вирусных векторов обладают гораздо бóльшим профилем безопасности, чем их предшественники: молекулярная модификация «носителей» уменьшает вероятность размножения лентивирусов в клетках-реципиентах и активацию проонкогенов40. Ещё одно важное преимущество — такие векторы способны вмещать уже до 8 тыс. нуклеотидов, а значит, подходят для коррекции более длинных участков генов.

Пример использования лентивирусных векторов — перенос гена, кодирующего химерный антигенный рецептор T-клеток (chimeric antigen receptor T-cell, CAR T). Для этого в извлечённые из организма Т-лимфоциты при помощи векторов внедряют ген, перепрограммирующий на распознавание опухолевых структур. По мере обучения на поверхности лимфоцитов образуется рецептор, узнающий «антигены злокачественности». Направив эти внешние «антенны» против одного из таких поверхностных антигенов — CD19, можно получить эффективное средство для лечения
В‐клеточных лимфом и лейкоза41.

Другой яркий пример клинически эффективного применения γ-ретровирусных и лентивирусных векторов — лечение тяжёлых наследственных иммунодефицитов42, 43, 44, 45, в том числе синдрома Вискотта–Олдрича*39. В перспективе учёные отмечают возможность борьбы с лизосомными болезнями накопления (метахроматической лейкодистрофией)46.

* Синдром Вискотта–Олдрича — первичный иммунодефицит. Для него характерны тромбоцитопения с малым размером тромбоцитов, атопический дерматит, инфекционные заболевания, повышенный риск аутоиммунных нарушений и злокачественных новообразований.

Интересный вариант генной терапии — онколитические вирусы. В этом случае рекомбинантные «возбудители» сами поражают опухолевую клетку и начинают её разрушать, инициируя экспрессию факторов апоптоза. Некоторые такие препараты для лечения рака простаты, яичников, молочных желёз, поджелудочной железы, колоректального рака и других рефрактерных опухолей уже прошли первые этапы клинических испытаний47, 48.

Успех генной терапии обусловлен не только изучением вирусных векторов, но и развитием искусственно созданных транспортных систем — физических и химических. Технология липосом основана на способности липидов, обладающих положительно заряженной головной группой и гидрофобным хвостом, связывать отрицательно заряженные ДНК или РНК и образовывать частицы, которые обычно попадают в клетки путём эндоцитоза. Аналогичным образом действуют поликатионы, образуя наночастицы с плазмидной ДНК, которая впоследствии высвобождается в нужном месте49.

Несколько слов нужно сказать о видах лечения, которые не изменяют и не добавляют ДНК в клетке, но влияют на считывание существующей информации. Речь идёт об использовании малой интерферирующей РНК и антисмысловых олигонуклеотидов. И те, и другие представляют собой короткие цепочки из 16–25 нуклеотидов. У них разный механизм действия, но задача одна — модулировать работу патологических генов. Так, при спинальной мышечной атрофии антисмысловой нуклеотид нусинерсен не исправляет дефектный ген, а помогает оптимизировать транскрипцию, формируя зрелую матричную РНК для синтеза полноценного белка*.

* Киселёв А.В., Маретина М.А., Глотов А.С. Диагностика и лечение спинальной мышечной атрофии: новый подход // StatusPraesens. Педиатрия и неонатология. 2022. №1 (84). С. 63–68.

При спинальной мышечной атрофии антисмысловой нуклеотид не исправляет дефектный ген, а помогает оптимизировать транскрипцию, формируя зрелую матричную РНК для синтеза полноценного белка.

Ножницы для ДНК

С 2010-х годов исследователи постепенно овладели способом, который позволяет изменять последовательность практически в любом участке50. Этот механизм был подсмотрен в 1980-х годах у Escherichia coli, в геноме которой идентифицировали области с неизвестной функцией. В процессе изучения оказалось, что это весьма оригинальная система защиты бактерий от угрожающих им фагов и плазмид.

Не так просто, как кажется

К сожалению, при использовании генной терапии существует возможность повреждения нецелевых локусов ДНК, схожих с теми, на которые изначально направлено влияние. Это чревато непредсказуемыми последствиями.

Один из вариантов непреднамеренного влияния — инсерционный онкогенез с отчётливым ростом риска раковых заболеваний. Это не теоретическое предположение, а уже доказанный ранее на практике побочный эффект переноса генов: сообщения о развитии злокачественных новообразований у пациентов зазвучали ещё на заре становления генной терапии51. Происходит это по причине случайной активации расположенных рядом проонкогенов или, наоборот, блокировки экспрессии генов-супрессоров опухолевого роста.

По мере дальнейшего накопления сведений постепенно стали появляться обнадёживающие публикации, что вероятность инсерционного онкогенеза не одинакова и зависит от «вирусной основы» вектора. Одним из решений проблемы может быть внедрение самоинактивирующихся платформ на основе лентивирусов52.

Когда в клетку впервые вторгается чужой генетический материал, нуклеазы (Cas) разрезают его на кусочки и разрывают ДНК хозяина в нужных местах — для погружения в собственный генетический код клетки привнесённых агрессором нуклеотидов. После этого происходит сшивка молекулы ДНК в единую структуру. Если в следующий раз бактерии попадается тот же «враг» — эта конкретная клетка уже готова к борьбе с непрошеным агентом: она быстро распознаёт и уничтожает «знакомые» нуклеиновые кислоты.

На основе этого природного механизма учёные разработали технологию CRISPR/Cas9 (см. инфографику). Она выполняет аналогичную операцию для любых клеток прокариотов (в том числе человека), а сам подход быстро стал наиболее популярным инструментом редактирования53. Система способна инактивировать нужные участки. При этом она гораздо проще, а главное — надёжнее, чем существовавшие ранее методы.

Несмотря на значительные успехи в понимании работы системы CRISPR/Cas9, сохраняются опасения относительно нецелевых эффектов: в ряде случаев инструмент всё же разрезает ДНК в ненужных местах, а также незапланированно действует на РНК54, 55. Следующее ограничение состоит в том, что CRISPR/Cas9 только «расщепляет» ДНК, а доставку гена для интеграции всё равно осуществляет вирусная платформа, то есть не исключены осложнения, обусловленные этим вектором. Кроме того, исследователи озабочены иммуногенностью нуклеазы Cas9, относящейся к бактериальным белкам56. Наконец, ещё одна проблема, которая пока не до конца решена: в процессе редактирования при повреждении ДНК происходит транзиторная остановка клеточного цикла, что негативно влияет на любые ткани, особенно на ПСК57.

Хотя методы лечения CRISPR/Cas9 все ещё находятся на ранней стадии разработки, уже были продемонстрированы некоторые успехи при58 и тирозинемии59. Однако это пока лишь лабораторная методика. Перед началом применения CRISPR/Cas9 для коррекции заболеваний в клинической практике необходимы усилия по оптимизации редактирования, уменьшению нецелевых эффектов, а также по разработке новых инструментов для специфической доставки компонентов CRISPR/Cas9 в таргетную ткань60.

После долгого сна

За несколько десятилетий разработок, клинических исследований и практического применения накоплен весьма достойный арсенал препаратов генной терапии: например, этеплирсен для лечения миодистрофии Дюшенна, онасемногена абепарвовек против спинальной мышечной атрофии, а также стримвелис, позволяющий жить пациентам с тяжёлым наследственным иммунодефицитом.

Впрочем, генная терапия даёт шанс излечить не только системные нарушения, но и локализованные расстройства в высокодифференцированных тканях, например в сетчатке глаз. Так, в августе этого года в журнале Brains опубликовали обнадёживающие результаты научной работы по применению препаратов у детей с ахроматопсией61.

Это тяжёлое заболевание с аутосомно-рецессивным типом наследования. Его выявляют в среднем у одного из 30 000 детей, а причина — изменения в последовательности нуклеотидов. Наиболее распространены варианты, затрагивающие два гена, — CNGA3 и CNGB3. Из-за мутации в генах проведение импульсов от фоторецепторов сетчатки неполноценно: сигналы поступают только от палочек, тогда как колбочки не способны обеспечивать цветовосприятие. В результате пациенты воспринимают лишь белый и чёрный, а все остальные цвета — как серый с разной степенью яркости. Помимо того они страдают от низкой остроты зрения, светобоязни и маятникообразного нистагма. Количество колбочек у этих пациентов снижено, других отклонений в строении сетчатки, как правило, не выявляют.

В упомянутом научном исследовании приняли участие 37 подростков. Пациентов с подтверждённой ахроматопсией было девять, четырём из них ввели препарат с РАВВ, доставляющим нормальный ген CNGA3 или CNGB3 в зависимости от верифицированной мутации. До применения генной терапии и спустя 6–14 мес после лечения участникам выполняли магнитно-резонансную томографию.

Казалось бы, после продолжительного периода «молчания» (возраст детей колебался от 10 до 15 лет) вероятность включения фоторецепторов в работу была минимальна. Однако спустя несколько месяцев после субретинального введения препарата учёные зафиксировали новые сигналы в зрительном центре коры головного мозга. Изменения были специфичными — они строго соответствовали «стороне вмешательства» (левый или правый глаз).

Таким образом, в настоящей научной работе учёным удалось продемонстрировать, что возможно пробудить «дремлющие» фоторецепторы и активировать пути проведения нервных импульсов после многих лет депривации. Вероятно, в будущем клиницисты получат действующий инструмент в борьбе с наследственными нарушениями у детей.

В настоящее время генная терапия — область, которую всё ещё можно считать экспериментальной, а находящиеся в реальном применении препараты достаточно дороги и недоступны в каждой стране. Тем не менее уже в ближайшее время стоит ждать появления множества новых средств в практической медицине и снижения их стоимости, особенно по мере дальнейшего совершенствования технологии CRISPR/Cas9.

Литература и источники

  1. Misra S. Human gene therapy: a brief overview of the genetic revolution // J. Assoc. Physicians India. 2013. Vol. 61. №2. P. 127–133. [PMID: 24471251]  ↩

  2. Morris E.D. An appreciation of the gene: An intimate history by Siddhartha Mukherjee and a call for expanded training in the responsible conduct of research // Yale J. Biol. Med. 2017. Vol. 90. №4. P. 661–665. [PMID: 29259530]  ↩

  3. О государственном регулировании в области генно-инженерной деятельности: Федеральный закон №86-ФЗ от 5 июля 1996 года.  ↩ ↩

  4. Смирнихина С.А. Геномное редактирование для разработки этиотропной терапии наследственных болезней // Биотехнология: состояние и перспективы развития: Материалы международного конгресса (Москва, 26–29 октября 2021 года). М.: Экспо-биохим-технологии, 2021. С. 9–10.  ↩

  5. Gonçalves G.A.R., Paiva R.M.A. Gene therapy: advances, challenges and perspectives // Einstein (Sao Paulo). 2017. Vol. 15. №3. P. 369–375. [PMID: 29091160]  ↩ ↩

  6. Jessup M., Greenberg B., Mancini D. et al. Calcium upregulation by percutaneous administration of gene therapy in cardiac disease (CUPID): a phase 2 trial of intracoronary gene therapy of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase in patients with advanced heart failure // Circulation. 2011. Vol. 124. P. 304–313. [PMID: 21709064]  ↩

  7. Pépin D., Sosulski A., Zhang L. et al. AAV9 delivering a modified human Mullerian inhibiting substance as a gene therapy in patient-derived xenografts of ovarian cancer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2015. Vol. 112. P. 4418–4427. [PMID: 26216943]  ↩

  8. Hocquemiller M., Giersch L., Audrain M. et al. Adeno-associated virus-based gene therapy for CNS diseases // Hum. Gene Ther. 2016. Vol. 27. P. 478–496. [PMID: 27267688]  ↩

  9. Jt S., M H., Wam B., Ac B., Sa N. Adenoviral vectors for cardiovascular gene therapy applications: A clinical and industry perspective // J. Mol. Med. (Berl.). 2022. Vol. 100. №6. P. 875–901. [PMID: 35606652]  ↩

  10. Gardner M.R., Kattenhorn L.M., Kondur H.R. et al. AAV-expressed eCD4-Ig provides durable protection from multiple SHIV challenges // Nature. 2015. Vol. 519. №7541. P. 87–91. [PMID: 25707797]  ↩

  11. McColgan P., Tabrizi S.J. Huntington's disease: a clinical review // Eur. J. Neurol. 2018. Vol. 25. №1. P. 24–34. [PMID: 28817209]  ↩

  12. Abudayyeh O.O., Gootenberg J.S., Essletzbichler P. et al. RNA targeting with CRISPR-Cas13 // Nature. 2017. Vol. 550. P. 280–284. [PMID: 28976959]  ↩

  13. Konermann S., Lotfy P., Brideau N.J. et al. Transcriptome engineering with RNA-targeting type VI-D CRISPR effectors // Cell. 2018. Vol. 173. №3. P. 665–676. [PMID: 29551272]  ↩

  14. Keeler A.M., ElMallah M.K., Flotte T.R. Gene therapy 2017: progress and future directions // Clin. Transl. Sci. 2017. Vol. 10. №4. P. 242–248. [PMID: 28383804]  ↩

  15. Song C.Q., Wang D., Jiang T. et al. In vivo genome editing partially restores alpha1-antitrypsin in a murine model of AAT deficiency // Hum. Gene Ther. 2018. Vol. 29. P. 853–860. [PMID: 29597895]  ↩

  16. Епифанова Е.А., Борисова Е.В., Салина В.А., Бабаев А.А. Вирусные векторы для доставки генетического материала в клетку и их использование в нейробиологии: Обзор // Современные технологии в медицине. 2017. №1. — Ссылка.  ↩

  17. Дадали Е.Л., Шарков А.А., Шаркова И.В. и др. Наследственные заболевания и синдромы, сопровождающиеся фебрильными судорогами: клинико-генетические характеристики и способы диагностики // Русский журнал детской неврологии. 2016. №2. — Ссылка.  ↩

  18. Киевская Ю.К., Шилова Н.В., Канивец И.В. и др. Применение хромосомного микроматричного анализа в клинической практике // Вопросы гинекологии, акушерства и перинатологии. 2020. №19 (3). С. 117–123.  ↩

  19. Grandi N., Tramontano E. Human endogenous retroviruses are ancient acquired elements still shaping innate immune responses // Front. Immunol. 2018. Vol. 9. P. 2039. [PMID: 30250470]  ↩

  20. Wang D., Tai P.W.L., Gao G. Adeno-associated virus vector as a platform for gene therapy delivery // Nat. Rev. Drug Discov. 2019. Vol. 18. №5. P. 358–378. [PMID: 30710128]  ↩

  21. Chamberlain K., Riyad J.M., Weber T. Expressing transgenes that exceed the packaging capacity of adeno-associated virus capsids // Hum. Gene. Ther. Methods. 2016. Vol. 27. №1. P. 1–12. [PMID: 26757051]  ↩

  22. Mietzsch M., Eddington C., Jose A. et al. Improved genome packaging efficiency of adeno-associated virus vectors using rep hybrids // J. Virol. 2021. Vol. 95. №19. P: e0077321. [PMID: 34287038]  ↩

  23. Colella P., Ronzitti G., Mingozzi F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy // Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2017. Vol. 8. P. 87–104. [PMID: 29326962]  ↩

  24. Day J.W., Finkel R.S., Mercuri E. et al. Adeno-associated virus serotype 9 antibodies in patients screened for treatment with onasemnogene abeparvovec // Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2021. Vol. 21. P. 76–82. [PMID: 33768131]  ↩

  25. Denard J., Rouillon J., Leger T. et al. AAV-8 and AAV-9 vectors cooperate with serum proteins differently than AAV-1 and AAV-6 // Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2018. Vol. 10. P. 291–302. [PMID: 30155509]  ↩

  26. Kattenhorn L.M., Tipper C.H., Stoica L. et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease // Hum. Gene Ther. 2016. Vol. 27. №12. P. 947–961. [PMID: 27897038]  ↩

  27. Wang D., Zhong L., Nahid M.A., Gao G. The potential of adeno-associated viral vectors for gene delivery to muscle tissue // Expert Opin. Drug Deliv. 2014. Vol. 11. №3. P. 345–364. [PMID: 24386892]  ↩

  28. Zhang H., Yang B., Mu X. et al. Several rAAV vectors efficiently cross the blood-brain barrier and transduce neurons and astrocytes in the neonatal mouse central nervous system // Mol. Ther. 2011. Vol. 19. №8. P. 1440–1448. [PMID: 21610699]  ↩

  29. Smith L.J., Wright J., Clark G. et al. Stem cell-derived clade F AAVs mediate high-efficiency homologous recombination-based genome editing // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. Vol. 115. №31. P. E7379–E7388. [PMID: 30018062]  ↩

  30. Hüser D., Khalid D., Lutter T. et al. High prevalence of infectious adeno-associated virus (AAV) in human peripheral blood mononuclear cells indicative of T lymphocytes as sites of AAV persistence // J. Virol. 2017. Vol. 91. №4. [PMID: 27928011]  ↩

  31. Tornabene P., Trapani I. Can Adeno-Associated Viral Vectors Deliver Effectively Large Genes? // Hum. Gene Ther. 2020. Jan. Vol. 31. №12. Р. 47–56. [Epub 2020 Jan 9] [PMID: 31916856]  ↩

  32. What CRISPR-baby prison sentences mean for research. — Ссылка.  ↩

  33. Callaway E. Second Chinese team reports gene editing in human embryos // Nature. 2016. — Ссылка.  ↩

  34. Kang X., He W., Huang Y. et al. Introducing precise genetic modifications into human 3PN embryos by CRISPR/Cas-mediated genome editing // J. Assist. Reprod. Genet. 2016. Vol. 33. №5. P. 581–588. [PMID: 2705283]  ↩

  35. Second international summit on human genome editing: continuing the global discussion: proceedings of a workshop — in brief / National academies of sciences, engineering, and medicine; Policy and global affairs. Washington (DC): National academies press (US), 2019. — Ссылка.  ↩

  36. Kolata G. Why are scientists so upset about the first crispr babies? Only because a rogue researcher defied myriad scientific and ethical norms and guidelines. We break it down // The New York Times. 2018. — Ссылка.  ↩

  37. Китайского генетика приговорили к трём годам тюрьмы за создание первых в мире ГМО-детей. — Ссылка.  ↩

  38. Rosenberg S.A., Aebersold P., Cornetta K. et al. Gene transfer into humans — immunotherapy of patients with advanced melanoma, using tumor-infiltrating lymphocytes modified by retroviral gene transduction // N. Engl. J. Med. 1990. Vol. 323. №9. P. 570–578. [PMID: 2381442]  ↩

  39. Hacein-Bey Abina S., Gaspar H.B., Blondeau J. et al. Outcomes following gene therapy in patients with severe Wiskott-Aldrich syndrome // JAMA. 2015. Vol. 313. №15. P. 1550–1563. [PMID: 25898053]  ↩ ↩

  40. Negre O., Eggimann A.V., Beuzard Y. et al. Gene therapy of the β-hemoglobinopathies by lentiviral transfer of the β(A(T87Q))-globin gene // Hum. Gene Ther. 2016. Vol. 27. №2. P. 148–165. [PMID: 26886832]  ↩

  41. Porter D.L., Hwang W.T., Frey N.V. et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia // Sci. Transl. Med. 2015. Vol. 7. №303. P. 303ra139. [PMID: 26333935]  ↩

  42. Hacein-Bey-Abina S., Pai S.Y., Gaspar H.B. et al. A modified γ-retrovirus vector for X-linked severe combined immunodeficiency // N. Engl. J. Med. 2014. Vol. 371. P. 1407–1417. [PMID: 25295500]  ↩

  43. De Ravin S.S., Wu X., Moir S. et al. Lentiviral hematopoietic stem cell gene therapy for X-linked severe combined immunodeficiency // Sci. Transl. Med. 2016. Vol. 8. №335. P. 335ra57. [PMID: 27099176]  ↩

  44. Cicalese M.P., Ferrua F., Castagnaro L. et al Update on the safety and efficacy of retroviral gene therapy for immunodeficiency due to adenosine deaminase deficiency // Blood. 2016. Vol. 128. P. 45–54. [PMID: 27129325]  ↩

  45. Cartier N., Hacein-Bey-Abina S., Bartholomae C.C. et al Hematopoietic stem cell gene therapy with a lentiviral vector in X-linked adrenoleukodystrophy // Science. 2009. Vol. 326. P. 818–823. [PMID: 19892975]  ↩

  46. Sessa M., Lorioli L., Fumagalli F. et al. Lentiviral haemopoietic stem-cell gene therapy in early-onset metachromatic leukodystrophy: An ad-hoc analysis of a non-randomised, open-label, phase 1/2 trial // Lancet. 2016. Vol. 388. №10043. P. 476–487. [PMID: 27289174]  ↩

  47. Hemminki O., Parviainen S., Juhila J. et al. Immunological data from cancer patients treated with Ad5/3-E2F-Δ24-GMCSF suggests utility for tumor immunotherapy // Oncotarget. 2015. Vol. 6. №6. P. 4467–4481. [PMID: 25714011]  ↩

  48. Freytag S.O., Stricker H., Lu M. et al. Prospective randomized phase 2 trial of intensity modulated radiation therapy with or without oncolytic adenovirus-mediated cytotoxic gene therapy in intermediaterisk prostate cancer // Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys. 2014. Vol. 89. №2. P. 268–276. [PMID: 24837889]  ↩

  49. Bhatt P., Khatri N., Kumar M. et al. Microbeads mediated oral plasmid DNA delivery using polymethacrylate vectors: An effectual groundwork for colorectal cancer // Drug Deliv. 2015. Vol. 22. №6. P. 849–861. [PMID: 24725027]  ↩

  50. Marraffini L.A., Sontheimer E.J. CRISPR interference: RNA-directed adaptive immunity in bacteria and archaea // Nat. Rev. Genet. 2010. Vol. 11. №3. P. 181–190. [PMID: 20125085]  ↩

  51. Zhou S., Fatima S., Ma Z. et al. Evaluating the safety of retroviral vectors based on insertional oncogene activation and blocked differentiation in cultured thymocytes // Mol. Ther. 2016. Vol. 24. №6. P. 1090–1099. [PMID: 26957223]  ↩

  52. Cicalese M.P., Aiuti A. Clinical applications of gene therapy for primary immunodeficiencies // Hum. Gene. Ther. 2015. Vol. 26. №4. P. 210–219. [PMID: 25860576]  ↩

  53. Yin H., Xue W., Anderson D.G. CRISPR-Cas: A tool for cancer research and therapeutics // Nat. Rev. Clin. Oncol. 2019. Vol. 16. P. 281–295. [PMID: 30664678]  ↩

  54. Ikeda A., Fujii W., Sugiura K., Naito K. High-fidelity endonuclease variant HypaCas9 facilitates accurate allele-specific gene modification in mouse zygotes // Commun. Biol. 2019. Vol. 2. P. 371. [PMID: 31633062]  ↩

  55. Grunewald J., Zhou R., Garcia S.P. et al. Transcriptome-wide off-target RNA editing induced by CRISPR-guided DNA base editors // Nature. 2019. Vol. 569. P. 433–437. [PMID: 30995674]  ↩

  56. Wagner D.L., Amini L., Wendering D.J. et al. High prevalence of Streptococcus pyogenes Cas9-reactive T cells within the adult human population // Nat. Med. 2019. Vol. 25. P. 242–248. [PMID: 30374197]  ↩

  57. Ihry R.J., Worringer K.A., Salick M.R. et al. P53 inhibits CRISPR-Cas9 engineering in human pluripotent stem cells // Nat. Med. 2018. Vol. 24. P. 939–946. [PMID: 29892062]  ↩

  58. Nelson C.E., Hakim C.H., Ousterout D.G. et al. In vivo genome editing improves muscle function in a mouse model of Duchenne muscular dystrophy // Science. 2016. Vol. 351. №6271. P. 403–407. [PMID: 26721684]  ↩

  59. Yin H., Xue W., Chen S. et al. Genome editing with Cas9 in adult mice corrects a disease mutation and phenotype // Nat. Biotechnol. 2014. Vol. 32. №6. P. 551–553. [PMID: 24681508]  ↩

  60. Wu S.S., Li Q.C., Yin C.Q. et al. Advances in CRISPR/Cas-based gene therapy in human genetic diseases // Theranostics. 2020. Vol. 10. №10. P. 4374–4382. [PMID: 32292501]  ↩

  61. Farahbakhsh M., Anderson E.J., Maimon-Mor R.O. et al. A demonstration of cone function plasticity after gene therapy in achromatopsia // Brain. 2022. Vol. 145. №11. P. 3803–3815. [PMID: 35998912]  ↩

Политика по обработке персональных данных
Договор оферты
Контакты
Вакансии
© 2007—2024 StatusPraesens
Информационный ресурс StatusPraesens (praesens.ru) и его элементы (фрагменты, проекты, материалы) предназначены для медицинских и фармацевтических работников в соответствии с п.7, 8 ст. 24 ФЗ «О рекламе» от 13.03.2006 №38-ФЗ
Главная страница Календарь мероприятий Субботники МАРС Журнал для акушеров-гинекологов Журнал для педиатров Журнал для неонатологов Книги Информационные бюллетени SPNavigator мобильное приложение для врачей Медицинский контент О компании Контакты